L'offre, accessible par réservation en ligne, s'adresse à tous les acteurs de la recherche (IBPS, campus P6, organismes publics de recherche, entreprises privées).

• Microscope ZEISS 980 FAST-Airyscan II droit couplé FLIM
• Microscope ZEISS 980 FAST AIryscan II inversé couplé FLIM
• FLIM Becker&Hickl
• Microscope confocal Leica TCS SP5 AOBS droit
• Microscope confocal Leica TCS SP5 AOBS/scanner - résonant inversé
• Microscope biphoton/confocal Leica TCS SP8 MPII/ scanner résonant droit
• Phaseview Alpha 3 Lightsheet Microscope
• Microscope SPINNING DISK /ILAS II droit
• NIKON TIRF/Vidéomicroscope inversé
• Macro-apotome
• Analyseur VYB
• Analyseur MACSQuant
• 3 stations de traitement et analyse de données via ImageJ, Huygens, Metamorph, Volocity, FlowJo, Venturi-One

Pour contacter la plateforme, merci d'envoyer un mail à :

imagerie.ibps@listes.upmc.fr

Toute prestation proposée par la plateforme peut être accompagnée d'une aide à la conception, au suivi, à la réalisation, au rendu et à l'analyse des stratégies expérimentales envisageables sur nos équipements.

Types de prestations :

• Séance d'observation autonome : utilisation autonome, attribution d'un compte utilisateur, mise à disposition des données
• Séance d'observation assistée d'un ingénieur : acquisition de données par un ingénieur, attribution d'un compte utilisateur, mise à disposition des données.
• Traitement et analyse de données
• Projet collaboratif à long terme 

• Aide à la préparation d'échantillon (Clarification, conseil immunomarquage...)
• Imagerie tri-dimensionnelle de la cellule à l’organisme entier
• Imagerie du vivant
• Photomanipulation (FRAP, Photoconversion, photoablation)
• Imagerie spectrale
• Imagerie durée de vie de fluorescence
• Restauration et analyse d’images : Analyse de co-localisation, déconvolution (champs-large, confocal, spinning disc, multiphoton), reconstitution 3D...

Développement de protocoles de clarification d'échantillons biologiques complexes : 

Un échantillon biologique est composé de différentes molécules avec des indices de réfraction variant entre 1.33 (eau) et 1.56 (protéines). L’échantillon est donc opaque car la lumière utilisée pour l’imagerie est fortement diffusée rendant l'imagerie en profondeur très difficile. Par conséquent, les échantillons biologiques complexes doivent être rendu transparent pour permettre l'imagerie volumique. Nous observons depuis une dizaine d’années une révolution en imagerie volumique d’échantillons complexes grâce à la technique de clarification. 

La clarification permet d’observer des structures internes présents dans des échantillons biologiques opaques et épais, dites complexe (tissues, organes ou petits embryons). Elle rend accessible l’observation optique volumétrique. Le principe de la clarification consiste à homogénéiser les différences d’indice de réfraction, afin d’obtenir de spécimens biologiques transparents. 

Les méthodes de clarification doivent être adapté à chaque échantillon biologique ce qui explique la multitude de protocoles. La méthode utilisée va dépendre de la nature de l’échantillon, de sa taille, du taux d’auto-fluorescence, de sa complexité et du marquage fluorescent souhaité.

Nous développons en collaboration avec des équipes de recherche de nouveaux protocoles de clarification peu toxiques, permettant d’imager les tissues, petits embryons et sphéroides de multiples organismes biologique (souris, poulet, drosophile, xénope, axolotl, couleuvre, rousette de mer…). 

En outre, nous proposons des formations permettant d’orienter l’utilisateur dans la multitude de protocoles qui existent, partant d’une introduction théorique sur la panoplie de techniques existants et des modes d’observations ainsi que les prérequis pour une analyse de données adaptée.

• Optimisation de la résolution 3D : Nous avons travaillé à mettre en oeuvre la super-résolution confocale par une optimisation de la préparation d’échantillons (Fouquet et al., 2015), suivi d'une maitrise des paramètres d'acquisition et la déconvolution systématique d'images afin de doubler substantiellement la résolution latérale et axiale en microscopie confocale (Lam et al., 2017). Nous étudions l’amélioration de la résolution axiale dans des échantillons fixés épais (cerveau de souris, poisson zèbre...) immuno-marqués ou portant des protéines fluorescentes. Maintenant, nous développons la super-résolution confocale grâce à l'acquisition de deux ZEISS 980 Fast Airyscan II et la déconvolution des données issues de ce type d'imagerie. Nous étudions également les artefacts de ce genre de traitement d'images.

• Développement d’outils d’analyse spatiale : La plateforme a une expertise avérée dans l’analyse d’évènements cellulaires comme la co-localisation (Bolte and Cordelières, 2006, Cordelières and Bolte, 2014). Dans le passé, nous avons utilisé “JaCoP”, un greffon pour ImageJ. Cet outil d’analyse est restreint, car il est basé sur les intensités. C’est la raison pour laquelle nous avons développé récemment un outil plus avancé pour l’analyse des associations de structures cellulaires basé sur la détection d’objets et l’analyse de relations spatiales en 3D. Cet outil automatisé s’appelle DiAna (Distance Analysis, Gilles et al., 2017) et a été conçu en collaboration avec Dr. T Boudier (Centuri, Marseille). Un nouveau projet de greffon ImageJ vise à faciliter l'étude des épines dendritiques. Ce travail est fait en collaboration avec N. Heck et T. Boudier et tire les avantages de deux plugins ImageJ reconnus, 3D ImageJ Suite et SNT. Celui-ci a pour vocation d’étudier les caractéristiques morphologiques des épines en se basant sur une approche semi-automatique et en exploitant leurs formes en 3D pour des résultats plus précis. 

La plateforme a un forte partenariat avec le Laboratoire Jean-Perrin (UMR CNRS/SU 8237), unité constituante de l'IBPS.Ce laboratoire rassemble majoritairement des physiciens intéressés aux enjeux de la biologie. Il possède une compétence reconnue en instrumentation optique pour la biologie, et a notamment été pionnier dans le développement de la microscopie à feuille de lumière pour l’imagerie fonctionnelle. 

Dans le cadre du rattachement du laboratoire Jean Perrin à l’IBPS, la plateforme d’imagerie de l’IBPS est ainsi partie prenante de plusieurs projets instrumentaux fédératifs associant plusieurs sites du réseau LUMIC (Institut du cerveau et de la moelle, ICM et L'institut de la vision, IdV), qui visent à mettre en place de nouveaux systèmes d’imagerie innovants (microscopie à feuille de lumière à haute résolution spatiale et temporelle). Ceux-ci ont été récemment soutenus par des financements IDF et du GIS-IBISA 

C'est Thomas Panier (IR-SU) qui est responsable pour les projets d'instrumentation.

La plateforme d'imagerie de l'IBPS fait partie des réseaux nationaux GDR IMABIO et rt-mfm (France LAM, Organisation des Assises RTmfm, Responsable communication). En plus, la plateforme coordonne le réseau d'imagerie et de cytométrie de Sorbonne-université LUMIC (Susanne Bolte, responsable opérationnelle).

La plateforme d'imagerie est un acteur fort de formation au niveau local, national et international :

CNRS Formation Entreprise : 

Clarification pour l'imagerie tridimensionnelle d'objets biologiques complexes, annuel

CNRS-MiFoBio : 

7 Ateliers sur la super-résolution confocale, la clarification et l'analyse spatiale.

CNRS Formation IFSEM: 

Traitement et analyse d’images de microscopie sous le logiciel ImageJ, Niveau I : Initiation, annuel

Ateliers INSERM :

Atelier 241 : Live imaging of morphogenesis in 4D: probes, microscopy techniques and Quantification

Atelier 264 : Tissue clearing, sample preparation, 3D imaging and data analysis